Examen Practico

Practica #9

Examen Practico

Practica #8

Examen Practico

Practica #6 y #7

Examen Practico

Practica #5

Examen Practico

Practica #4

Examen Practico

Practica #3

Examen Practico

Practicas #1 y #2

Examen Practico 3ER Parcial

Operar Equipo y
Material de laboratorio

Examen Práctico.






Centro de bachillerato tecnológico, industrial y de servicios no.155

Materia: Operar equipo y materiales de laboratorio.


Segundo semestre.


Examen Práctico.


Nombre del alumno: Borjas Young Miriam Alejandra.



Mesa #3

Grupo: 2LM


Profesor: Víctor Manuel Alfaro López.

Índice.
-Portada
-Datos personales
-Bitácora de examen
-Competencias
-Introducción
-Desarrollo de prácticas
-Conclusión

INTRODUCCION.
En este documento se presenta el desarrollo de nuestro examen practico, también señala las competencias utilizadas tanto en la materia como en las practicas.

Competencias aplicadas en Operar Equipo y Materiales de Laboratorio.

Categoría: Aprende de forma autónoma.
Competencia: Aprender por iniciativa e interés propio a lo largo de la vida.
Categoría: Trabaja en forma colaborativa.
Competencias: Participa y colabora de manera en equipos diversos.
Categoría: Se expresa y se comunica.
Competencia: Escucha, interpreta y emite mensajes pertinentes en distintos contextos mediante la utilización de medios, códigos y herramientas apropiadas.
Categoría: Se autodetermina y cuida de si.
Competencia: Se conoce y valora así mismo y aborda problemas y retos teniendo en cuenta los objetivos que persigue.

Desarrollo:

Examen Práctico.

Practica # 1 y # 2

Lunes 15 de junio.

Comenzamos por llenas nuestro vale de material, vestimos la mesa con papel blanco, adaptamos nuestra área de trabajo para iniciar la práctica.
Hicimos nuestra regla de 3 para darnos cuenta cuantos gramos pondríamos en cada caja.
Tomamos 80 ml de agua destilada para 4 cajas petri cuya cantidad para cada una es de 5 gr. aproximadamente. Mezclamos el agar con el agua y dejamos 1 min. Para que se concentrara y después lo dejamos 1 min. En el mechero, muñequeando para que hirviera, y ya que hirvió, teníamos que taponear con una torunda de algodón y enrollarla con tape para con eso tapar el matraz. Revisamos el autoclave que estuviera lista para introducir el matraz con el agar, pero antes teníamos que rotular el matraz con los datos siguientes:
v Hora
v Fecha
v Nombre del medio de cultivo
v No. De mesa
v Grupo

Ya lista, metimos los matraces de las 6 mesas y esperamos alrededor de 20 a 30 minutos.
Después en el transcurso del tiempo realizamos también la práctica 8 y 9.
Comenzamos por hacer la técnica de venopuncion a dos compañeros. Vaseamos la sangre ,2.5 ml del tubo de ensaye tapón morado y 2.5 ml al tubo con tapón rojo.
En total obtuvimos 10 ml de sangre, 5 de cada compañero.
Después metimos los tubos de tapón rojo a la centrifuga para que se separara a 1500 revoluciones por minuto durante 5 minutos.
Mientras se centrifugaba la sangre iniciamos con la práctica de aglutinación en sangre.

MATERIALES DE LA PRÁCTICA # 1 Y # 2

• Autoclave
• 4 cajas petri
  
• Agua destilada
  
• Balanza
• Vidrio de reloj
  
• Agar verde brillante
  
• Vaso de precipitado
  
• Probeta
• Agitador
• Espátula
• Mecheros de bunsen
• Tape
• Algodón

Practica # 9

Consistió en tomar un poco de sangre con la pipeta pasteur y su bulbo y colocar 3 gotitas en la laminilla excavada. Después colocamos encima de cada gotita de los reactivos anti A, anti B y anti D o RH y revolvimos bien para darnos cuenta del tipo de sangre.
Era ahí cuando comenzaba la aglutinación en el RH de los 2 compañeros se aglutino.
Se observaba como se aglutinaba la sangre.

MATERIALES DE LA PRÁCTICA #9

• Jeringa hipodérmica
  
• Torundas de algodón secas y con alcohol
  
• Tubo de ensaye de tapón morado
  
• Pipeta pasteur y su bulbo
  
• Laminilla escavada
  
• Palitos de madera
  
• Reactivos
  
• Torniquete
  
  
  Practica # 8

Ya que se centrifugo la sangre del tubo, punteamos 6 gotas de cada tubo en la laminilla continuamos por ponerle ahora 6 gotas de los reactivo H, O, A, B Brucella A y Proteus 0x19 y revolvimos con los palitos de madera y observamos. Ya listo enfocamos en objetivo 10x en el microscopio pero no hubo aglutinación.

MATERIALES DE LA PRÁCTICA # 8

• Jeringa hipodérmica
  
• Centrifuga
  
• Torniquete
  
• Torundas de algodón
  
• Tubo de ensaye de tapón rojo
  
• Microscopio
  
• Pipeta pastear
  
• Palitos de madera
  
• Laminilla escavada
  
• Reactivos
  

Terminando las prácticas 8 y 9 terminamos por hacer el vaciado a las cajas esterilizando la boquilla del vaso de precipitado de 50 ml. Para no contaminar el medio, ya vaseado todo lo del medio a las cajas rotulamos y las metimos al refrigerador.


Practica # 3

Martes 16 de junio

MATERIALES

• Mecheros de bunsen
  
• Tubo de ensaye
• Tubo cónico
  
• Gradilla
  
• Centrifuga
  
• Asa bacteriológica
  
• Jeringa
  
• Torundas
  
• Cajas petri con medio de cultivo
  
• Torniquete
  
• Hisopo
  
  
  DESARROLLO
  

Iniciamos por ponernos nuestro equipo de bioseguridad. Nosotros ya traíamos las muestras que íbamos a sembrar que eran orina y copro.
Comenzamos a esterilizar las asas bacteriológicas
Después tomábamos un poco de la muestra y sembrábamos dependiendo del tipo de siembra
Continuábamos esterilizando y tomando de la muestra hasta que quedo listo.
Rotulamos de nuevo y metimos las cajas a la estufa.

Practica # 4
En esta práctica observamos lo que creció en el medio de cultivo.

Practica #5

Frotis

MATERIALES:

• Cajas petri con medio de cultivo elaborado
  
• Asa bacteriológica
  
• Vaso de precipitado de 25 ml de agua destilada
  
• 2 mecheros de bunsen
  
• Papel secante
  
• Portaobjetos
  
• Papel para vestir mesa

DESARROLLO:

Tomamos un portaobjetos limpio para realizar el frotis.
Esterilizamos el asa bacteriológica en el mechero, después tomamos una gota de agua con el asa y la colocamos en el portaobjetos, agarramos un poco de la muestra de nuestras cajas y colocamos en el porta y comenzamos a hacer el barrido para que no quedara grueso, el movimiento es de derecha a izquierda.
Y si faltaba mas agua le poníamos hasta que se mirara delgado.
Ya que terminamos lo pasamos por el mechero para que se secara.

Practica #6

Continuamos por hacer la tinción:

MATERIALES:

• Portaobjetos con frotis
  
• Papel secante
  
• Cristal violeta
  
• Lugol
  
• Alcohol
  
• Safranina
  
• Algodón seco
  
• Caja copli
  

Comenzamos por colocar el portaobjetos en la primera solucion de cristal violeta por 1 min.
Seguimos por lavar con solucion lugol.
Cubrimos con lugol por 1 min., escurrimos y descoloramos con alcohol. Lavamos con agua, safranina por 1 min. . Y secamos al aire.
Después de teñir la lamina llevando a cabo estas reglas y pasos seguimos por enfocar.

Practica #7

MATERIALES:

Portaobjetos teñido

Microscopio

Papel secante

Aceite de inmersión

Papel para vestir mesa

DESARROLLO:

Colocamos el portaobjetos en la platina, ya con el aceite de inmersión, subimos la platina, colocamos el objetivo 100x, Tenemos que pegar la gota del aceite al objetivo. Movemos el tornillo micrométrico para encontrar la imagen deseada.



Conclusión.

Este trabajo es con el fin de recopilar datos de nuestro examen práctico y también para entrelazar las competencias con nuestras prácticas realizadas.

Tecnica de Esterilizacion (Autoclave)

AUTOCLAVE

(Sistema de Esterilización) El autoclave es una herramienta que se ocupa para esterilizar materiales de laboratorio. Reactivos o medios de cultivo y algunos otros elementos que se requieran esterilizar.La estructura de la autoclave es a base de acero inoxidable y consta de los siguientes elementos:

1.-Tapa de acero inoxidable con válvula de escape en la parte superior de la tapa y un manómetro con forma de reloj da un registro en libras y en grados centígrados y en la parte interna o inferior pende de la tapa una manera corrugada que nos da la facilidad de poder salir el vapor que se encuentra en el interior del autoclave.

2.- La olla en su interior contiene un contenedor de aluminio con 2 asas y una pequeña parrilla donde se deposita los productos que se van a esterilizar en su parte interna tiene como sostén una parrilla de alambre que nos da la facilidad de contener la olla o el contenedor de aluminio y que no rose con la resistencia que da la energía al equipo en el fondo se encuentra una resistencia que opera por medio de corriente alterna ósea AMPERES la parte exterior de la autoclave se encuentra un dispositivo de encendido una perilla de baja x alta temperatura y un foco de advertencia luminoso color rojo y además cuenta con su cable conector de energía alterna con 110 voltios. En la parte superior de la autoclave se encuentra unos grilletes a base de rosca, y que son la medida de seguridad al cerrar la tapa de la autoclave y que deben de manejarse en forma de cruz. Se va a operar en forma de cruz asegurándolo de tal manera que podamos evitar un accidente.
La autoclave se debe de manejar en su interior con agua destilada la cual se debe de medir para registrar el volumen del líquido utilizado, el que debe ir al ras de la parrilla.

3.- El proceso de esterilización de este equipo se lleva en Angulo plano (tiempo), se ocupa sistema métrico decimal, volumen y masa. Además se utiliza sistema anglosajón, sistema de temperaturas como °C, K y °F, este equipo alcanza una presión de 15 Libras y una temperatura de 120 °C.

4.-El proceso de esterilización debe de ser por tiempos, inmediatamente después de entrar a laboratorio se deben de organizar y preparar el rol de operación y equipo de esterilización por calor húmedo. Iniciando la clase de laboratorio en práctica se debe de encender, habilitar con agua destilada, donde se ocupan 30 minutos de tiempo hasta que eleve su temperatura al punto de ebullición.

5.- Purgar el equipo: Una vez que el equipo de autoclave está cerrado con seguridad se deja elevar la presión y que esta llegue hasta 5 Libras y posterior mente se empezara a dejar salir presión a base de vapor manipulando con un guante de seguridad para la alta temperatura. Una vez purgado el equipo se deja subir la aguja del nanómetro hasta 15 libras y se registra el tiempo de la elevación de la temperatura. Ya estando las 15 Libras se empieza a contar el tiempo de 30 minutos que nos da la esterilización de los productos.
La presión de 15 Libras que nos da 120°C si se descuida en su manejo puede ocasionar accidentes severos.
Equipo de esterilización de calor seco:El equipo de esterilización de calor seco es para realizar trabajos inmediatos de cristalería, metales y todo tipo de esterilización pero ordenada, para no tener errores en la actividad. Se opera por corriente alterna (amperes) 110 voltios y alcanza temperaturas de hasta 510 °C

Practica#8 Prueba de Aglutinacion en Suero Sanguineo

Practica #8

Prueba de aglutinación en suero sanguíneo

El alumno de laboratorio de análisis clínicos aprenderá a realizar una prueba de aglutinación en sangre y suero sanguíneo. Utilizando los instrumentos de laboratorio equipo científico y reactivos para alcanzar su objetivo en la elaboración de un examen clínico denominado reacciones febriles. Dándole oportunidad de poder investigar microorganismos bacteriológicos pertenecientes al grupo de las enterobacterias donde encontraremos, salmonella, brucilla, proteus.

Materiales:

v Lamina de cristal para reacciones febriles
v Tubo de ensayo tapón rojo
v Palito de madera
v Torundas de algodón secas
v Centrifuga
v Microscopio
v Reactivo febriclean
v Jeringa hipodérmica desechable
v Torniquete
v Torundas alcoholizadas
v Maskingtape
v Pipeta pasteur
v Vulvo

NOTA:
Utilizar técnica de veno punción para la extracción de sangre fresca donde se obtendrá por medio de centrifugación de la separación del paquete sanguíneo (sangre, suero, plasma).

En esta prueba se debe de aplicar el tema de serologia ya que ocuparemos los tificos H O paratíficos A y B brucilla abortus, y proteus OX19.

Esta prueba es exclusivamente de aglutinación por lo que se debe observar a tras luz de forma microscópica y en el microscopio en objetivo 10X de forma microscopica.

DESARROLLO:

1.- Se utiliza la tecnica de veno punción de sangre fresca en volumen de 2.5 ml.
2.- Una vez obtenida la sangre se deposita en un tubo con tapón rojo pero antes, en el inicio de la extracción y baseamiento al tubo, se toma el tiempo de coagulación el cual es de 1 a 2 min. hasta 5 y en algunas ocasiones 8 min.
3.- Ya coagulada la sangre se retira el tapón del tubo y se depositan todos los tubos en la centrifuga para centrifugar a 1500 revoluciones/ min. Esto nos dará como resultado la separación de paquetes. Una vez que se tengan los paquetes de sangre y plasma se requiere un tubo de sangre vació para trasvasar el plasma exclusivamente con el que se va a trabajar el punteo en la lamina de cristal utilizando la pipeta pasteur para puntear.
4.- Ya obtenido el punteo de plasma en la lamina de cristal, se le agrega una gota de reactivo febriclean teniendo el cuidado necesario del orden de los serotipos “O H A B Brucella y Proteus”.
Ya obteniendo este proceso y orden de serotipos utilizamos pequeños pedacitos de palillos de madera y mezclamos de forma individual cada uno de ellos, no se debe utilizar el mismo palillo antes usado.
5.- Ya estando mezclada la solución plasmática y reactivo de febriclean realizamos pequeños movimientos en rotación y traslación.
Ya terminando la mezcla observamos de forma macroscopica y si obtenemos una imagen punteada es que es una prueba positiva.



En este examen de laboratorio se llevan a cabo las 3 etapas preanalitica, analítica, postanalitica

Practica #7 Observacion Microscopica

Practica #7

Observación microscópica a 100X

Una vez tenida la laminilla con el frotis se le aplica una gota de aceite de inmersión para poder observar el objetivo en 100X.
En este proceso de observación microscópica tenemos la facilidad de poder observar formas esféricas y bacilos los que nos da como resultado observar las coloraciones que se presentan en la tinción de Gram.

La presentación en esferas nos indica que estamos observando bacterias denominadas cocos, donde debemos investigar sus características y nombres de importancia medica.
Cuando observamos bastoncitos estamos tratando de identificar bacilos donde encontraremos una gran variedad de ellos de forma estructural.

Practica #6 Tincion de Gram

Practica # 6


Tincion de gram

Se debe realizar una tincion de gram. en el frotis preparado anteriormente para poder llegar ala observación microscopica de los microorganismos denominados “bacterias” los que observamos en formas de esferas, bastones y espirales.
Cave mencionar que en este elemento de observación no podriamos llegar a observar microscópicamente las espirales.

Materiales:

v Caja de petri
v Portaobjetos con frotis
v Algodón seco
v Papel secante
v Mecheros de bunsen
v Aceite de inmersion
v Microscopio

Desarrollo:

Realizamos el proceso de tincion utilizando la tincion de gram. que anteriormente ya investigamos para aplicar la tecnica correspondiente en la tincion ( 9 pasos con esta tecnica) la que se basa en el tiempo.
Una vez teñida la lamina de cristal verificamos que no se queme con la tintura por lo que nos sirve el frotis y como resultado debemos elaborar otro frotis.

Si la laminilla en su termino esta bien teñida acudimos a aplicamos una gota de aceite de inmersion lo montamos en la platina del microscopio lo aseguramos con las pinzas de la platina una vez asegurada realizamos el enfoque en 100X para que nuestra observación microscopica de resultado de poder visualizar las bacterias de formas esfericas y de forma de baston ambas se pueden encontrar en una sola pieza 2, 3, 4 piezas en cadenas largas y agrupadas hasta el tercer plano a estas esferas se les denomina cocos. Así mismos los bastones

Practica #5 Frotis

Practica # 5

Elaboración de un Frotis

El alumno debe realizar un Frotis con el producto obtenido en las cajas petri el cual debe ser fino y delgado para poder realizar un proceso de tincion.

Materiales:

v Cajas petri con medio de cultivo
v Asa bacteriologica
v Vaso de precipitados con agua destilada (25 ml.)
v Mecheros de bunsen
v Papel secante

Desarrollo:

Se toma un portaobjetos limpio para poder realizar en su superficie un frotis fresco con el material de la caja petri “bacteriologica”
Con el asa bacteriologica se va a realizar un barrido en el porta en sus parte central, esterilizando primero el asa bacteriologica en la flama del mechero al rojo vivo, se retira, se introduce el vaso de precipitado se toma una gota de agua con el asa se introduce al a caja petri sobre las colonias desarrolladas se toma una pequeña muestra y se deposita en el portaobjetos dandole pequeños movimientos de izquierda a derecha para estender el producto obtenido.
Si el frotis se encuentra grueso se vuelve a esterilizar el asa bacteriologica se vuelve a tomar una gota de agua, se deposita en el porta sobre el producto anteriormente depositado y se realiza nuevamente la misma maniobra y asi sucesivamente hasta que quede finalmente delgado.
Una vez terminado el proceso de barrido realizamos una maniobra sobre la flama del mechero con el mismo porta sin dejarlo fijamente en la flama a esto lo denominamos fijación de frotis por calor seco a fuego directo.

Una vez fijado el frotis queda listo para el proceso de tincion de gram.

Practica #4 Observacion Macroscopica

Practica #4

Observación del desarrollo del microorganismo en medios de cultivo

v Asa bacteriologica
v Mecheros de bunsen
v Vaso de precipitados
v Pie de rey o vernier
v Torundas de algodón secas y con alcohol


Desarrollo:

Las cajas de petri ya sembradas son depositadas en el campo de esterilización que se realiza con los dos mecheros hacia la parte media de la mesa.
Una vez teniendo el campo, de esterilización se observan los crecimientos de lñas cajas petri ; se registra, lo observado, se abre la caja petri, se registra el olor que despide lo que crecio, el color que presenta 7y se registra con graficos, dibujos o fotografias .

Practica #3 Siembra de Cajas Petri

Practica # 3
Siembra de Cajas petri en forma de estrias

Materiales:

v Cajas petri con medio de cultivo ya elaborado
v Muestras de desechos como saliva, espacios interdentales, raspado de piel, orina, agua fresca, sangre.
v Asa bacteriologica
v Mechero de bunsen (2)
v Vaso de precipitado (25 ml. de agua )
v Papel para vestir mesa
v Papel secante
v Torundas de algodón
v Maskingtape


Desarrollo:

1.- Se realiza la toma de una muestra de desechos para sembrarla en forma de estria en caja petri de la siguiente manera.
Con el asa bacteriologica tomamos una pequeña muestra del desecho y sembramos de forma estriada en la caja petri.
2.- El asa bacteriologica se pasa por la flama del mechero para esterilizar y volver a realizar el mismo proceso con otra muestra de desechos.
3.- Una vez sembradas las cajas petri se cierran, se etiquetan aplicando los datos de la muestra y el tipo de estria, nombre de la estria sembrada.
4.- Es importante realizar las siembra en caja petri con barilla de cristal a la cual le damos el nombre de SIEMBRA POR DISPERSION.

5.- Una vez etiquetadas las cajas se entregan al encargado (a) del laboratorio para que se les de entrada al proceso de incubación en la estufa para incubar a 37ºC durante 24, 48, 72 horas.

Practica #2 Tecnica de Esterilizacion

Practica # 2
Técnica de esterilización

Se hace hincapié que los alumnos deben de conocer adecuadamente este tipo de tecnica ya que al realizarla tiene mucho riesgo que pude ocacionar un accidente. Se debe tener lista desde el principio de la practica para ahorrar y agilizar tiempo. Debemos tenerla lista higiénicamente con su agua destilada hasta el ras de las parrillas y seguir las indicaciones de la tecnica de esterilización.

Practica #1 Elaboracion de Medio de Cultivo

Practica #1

En esta práctica que se va a realizar se toma en cuenta las 3 etapas que se refieren a pranalitoca, analitica y postanalitica.
Las cuales se deben compaginar con la práctica secuencial.


Instrucciones


1.- El alumno de laboratorio de analisis clínico debe de estar puntual con su equipo de bioseguridad en el laboratorio.
2- solicitar vale de material para que se habiliten todos los materiales a utilizar en la práctica de medio de cultivo.
3.- Una vez estando dentro de laboratorio de forma muy primordial los integrantes de las mesas a trabajar deberán habilitar el equipo de esterilización “autoclave” el cual se debe cargar con agua destilada.
4.- Vestir mesa de laboratorio con papel blanco.

5.-Habilitar línea de gas Lp. Cualquiera de los integrantes debe de abrir la válvula de gas para el mantenimiento de la línea, verificarlo que las de cada mesa estén abiertas las cuales se encuentran debajo de la misma.


Desarrollo

Para realizar un medio de cultivo requrimos de los siguientes materiales:


Matraz de 50 ml.
Vaso de precipitado de 250 ml.
Vaso de precipitado de 50 ml.
Varilla de cristal como agitador
Cajas petri de 5 a 8
Espátula
Balanza
Tape
Envudo de cristal
Torundas de algodón
Papel secante
Medio de cultivo en polvo 450 gr.
Agua destilada

Rehidratamos según las indicaciones que están presentes en la etiqueta del medio de cultivo la cant6idad necesaria de polvo reactivo para la elaboración de 5 a 8 cajas petri
en las que se debe utilizar agua destilada.
Para poder rehidratar el polvo del medio de cultivo necesitamos manejar una regla de 3 la cual nos ayudara a sacar el % en gr.
Pesamos el medio de cultivo en polvo que vallamos a utilizar usando el vidrio de reloj una ves pesado el polvo se mezcla con a agua solicitada en as 5 a 8 cajas.

Para poder mezclar utilizamos el matraz. En su caso dado con u vaso de precipitado, agitando con la varilla de cristal para que no queden grumos una ves terminado este proceso de agitación y mezcla dejamos reposar el tiempo que nos marque el medio de cultivo.
En este espacio de tiempo todo el equipo concensaran sus notas del desarrollo.
Una ves reposado el producto se tienen ya listos los mecheros de bunsen para poder realizar el proceso de ebullición el cual se le dará un min. De tiempo desde que este empiece a a iniciar, se realiza un pequeño giro de muñequeo por encima de la flama azul del mechero siendo muy cuidadoso en que el producto no se derrame ya que puede ocasionar quemaduras de segundo grado.

Se muñequea, se observa el hervor, se retira cuidadosamente y otra ves tomando el tiempo hasta que se cumpla el min. Después se observa, se registra, se deposita en la mesa y se deja enfriar.
Ya estado frió el medio líquido tamponeamos con algodón sellando con tape asegurando bien la boquilla del matraz, etiquetamos con el número de mesa y el nombre del medio de cultivo hora y fecha
Los encargados del proceso de esterilización se encargan de los medios y del autoclave.
Una ves terminando el proceso de esterilización se retira el medio de cultivo del autoclave se deposita en los mecheros los cuales forman el campo de esterilización por radiación.

Llenado de caja petri

Para realizar el llenado de las cajas, deben de estar en el campo de esterilización si no se contamina.
1.- Con el vaso de precipitado realizamos la actividad de vaseado pero antes esterilo9zamos la boquilla del vasito.
Ya terminado esto, vaseamos la cantidad ala caja.
Ya vaseado el material ala caja esta se deja semitapada para que no exista el vapor de agua.
Ya estando solidificado el medio, se tapa, se retira y se asegura con tape para etiquetar con los siguientes datos:

Nombre del medio de cultivo
Fecha
Mesa
Hora

Material de la Practica #9

Material de la Practica #9

Materiales de Practica #8

Preanalitica

Materiales de Practica #8

que se requiere en inmunologia.

Practicas a realizar en operar equipo y material de laboratorio

Etapa preanalitica.

· Practica #1
Elaborar medio de cultivo.
· Practica #2
Esterilización de medios de cultivo.
· Practica #3
Siembra en estría de medios de cultivo.
· Practica #4
Observación del desarrollo de microorganismos, lecturas de colonias.
· Practica #5
Frotis para tinción.
· Practica #6
Tinción de Gram.
· Practica #7
Observación microscópica en objetivo 100x con aceite de inmersión.
· Practica #8
Prueba de reacciones febriles para prueba de aglutinación en serologia.
· Practica #9
Prueba de aglutinación en sangre utilizando tubo con anticoagulante.

T area #3 Tincion

Tinción o coloración de bacterias

Los procedimientos que ponen de manifiesto diferencias entre las células bacterianas o en partes una célula se conoce como técnica de coloración diferenciales. Son algo mas que elaboradas que la técnica simple en la que las células se someten a una sola solución colorante o reactivo colorante.

Las tinciones se combinan químicamente con el protoplasma bacteriano; si la célula no ha muerto el proceso termina de hacerlo. El método, por consiguiente, es bastante drástico y puede producir artificios.

Las tinciones mas frecuente son sales. Las tinciones básicas consiste en un catión coloreado unido a un anión incoloro, mientras las ácidas constituyen exactamente lo contrario, unido a dos cationes. Las células bacterianas son abundantes en ácidos nucleicos, los cuales portan cargas negativas en formas de fosfatos.

Los colorantes ácidos no tiñen a las células bacterias, y por tanto, pueden utilizarse para teñir al fondo con un color de contraste.

Las tinciones básicas tiñen uniformemente en las células bacterianas, a menos que antes de destruyan el ARN del citoplasma. También se pueden usar técnicas de tinción especiales para flagelos, membranas celulares, paredes celulares, gránulos, nucleótidos y esporas.


La tinción de Ziehl-Neelsen

Es una técnica de tinción diferencial rápida y económica, para la identificación de mocroorganismos patógenos, por ejemplo M. tuberculosis.
Fue descrita por primera vez por dos médicos alemanes, Franz Ziehl (1859 to 1926), un bacteriólogo y Friedrich Neelsen (1854 to 1894), un patólogo.

Tinción negativa

Este procedimiento consiste en la tinción de fondo con un colorante ácidos para dejar las células incoloras en contraste. Comúnmente se utiliza el colorante negro llamado nigrusína. El método sirve para observar bacterias o estructuras que difícilmente se tiñen con las técnicas directas.

Tinción Gram.

Una característica taxonómica importante de las bacteria es su respuesta a la tinción a de Gram esta característica parece ser fundamental, reacción a la tinción se correlaciona a con muchas otras propiedades morfológicas en maneras relacionadas filogenéticamente. Microorganismo potencialmente grampositivo puede verse como tal cuando concurren un conjunto de particular de condiciones ambientales en un cultivo joven. El procedimiento para tinción de Gram se inicia con la aplicación de un colorante básico el cristal de violeta. Luego se aplica una solución de yodo en este momento todas las bacterias de tiñen de azul. Continuación las células se tratan con alcohol las células grampósitiva contienen el cristal violeta-yodo y permanecen de color azul; en cambio las gramnegativa se descoloran completamente por el alcohol. Por ultimo se aplican un colorante de contraste safranina, que es un colorante rojo. De esta manera, las células gramnegativas, previamente descoloradas, toman el colorante de contraste y las células grampositivas ahora aparecen púrpura.
La base de la reacción diferencial de Gram es la estructura de la pared celular. Esta técnica diferencial es una de las de uso mas común en microbiología. El frote bacteriano teñido se somete a las soluciones siguientes en el orden en que se indica: cristal violeta, alcohol y safranina o alguna otra solución de contraste conveniente.
Las bacterias gramnegativas contienen un gran porcentaje mas alto de lípidos que de las bacterias grampositivas. Las paredes celulares de la bacterias gramnegativas son también mas delgadas que las grampositivas con alcohol extrae lípidos con lo cual se aumenta la porosidad o permeabilidad de la pared celular gramnegativa. Así el complejo cristal violeta-yodo (CV-I) puede extraerse en los organismos gramnegativos y de esta manera se destiñen las paredes celulares de las bacterias grampositivas, por su composición diferente (bajo contenido lípido) se deshidratan alcohol y se logra extraer el complejo (CV-I).
En las bacterias (CV-I) queda retenido en la pared después del tratamiento con etanol, la cual se supone se supone causa una disminución de en el diámetro de los poros glucopéptido o péptidoglicano de la pared celular. Las bacterias gramnegativas tienen una cantidad mucho menor de pépidoglicano con ligaduras cruzadas menos extensas que en las paredes de las bacterias grampositivas.


Tinción directa e indirecta

En una tinción directa el colorante interacciona directamente con el sustrato. En una tinción indirecta se hace interaccionar en primer lugar a una sustancia química denominada "mordiente" con el sustrato la cual permite la posterior interacción del colorante. Usualmente los mordientes son sales, hidróxidos o alumbres de metales bivalentes o trivalentes.

Tarea #2 Concepto de Medio de Cultivo y Clasificacion de Medios de Cultivo

Medio de cultivo:

Solución que cuenta con los nutrientes necesarios para recuperar, multiplicar, aislar e identificar los microorganismos (bajo condiciones favorables de temperatura y pH), así como efectuar pruebas de susceptibilidad. Generalmente se presentan desecados en forma de polvo fino o granular antes de ser preparados, al prepararse podemos encontrarlos en estado sólido, semisólido y líquido.

SIEMBRA

Sembrar o inocular es introducir artificialmente una porción de muestra (inóculo) en un medio adecuado, con el fin de iniciar un cultivo microbiano. Luego de sembrado, el medio de cultivo se incuba a una temperatura adecuada para el crecimiento. La siembra puede realizarse en medio líquido, sólido o semisólido, utilizando punta, ansa, hisopo o pipeta estéril.
Cultivo en medio líquido
Habitualmente se realiza en tubos o en matraces. El crecimiento se puede manifestar por enturbiamiento, por formación de velo o película, o por sedimento.
Cultivo en medio sólido
Puede ser en tubos o placas.

a) Tubos con agar inclinado. Para sembrarlos, se mueve el ansa o la punta suavemente sobre la superficie del agar con un movimiento en zigzag desde el fondo hasta la parte superior, cuidando de no dañar el agar.

b) Tubos sin inclinar. Se siembran introduciendo una punta en el centro del agar. También se llama siembra por picadura.

c) Siembra en placas. Puede ser en superficie o incorporada.
En superficie

1) Se colocan 0.1 mL de la dilución de la muestra con pipeta estéril en el centro de la placa, y se distribuye con un rastrillo estéril.

2) Se siembra con un ansa para aislar, como se explica más adelante.

3) Se siembra con un hisopo.
Incorporada
Se coloca 1 mL de la muestra en una placa estéril vacía, en el centro de la misma. Sobre ella se agregan 20 mL de medio de cultivo fundido y termostatizado a 45ºC; luego se agita la placa, moviéndola 4 veces en sentido horario, 4 en sentido antihorario, una vez de arriba a abajo, una vez hacia los costados y una vez en sentido antihorario.
Las placas se incuban invertidas, ya que la alta concentración de agua en el medio puede provocar condensación durante la incubación y si cae sobre la superficie del agar, se extiende dando un crecimiento confluente.
En medio sólido cada célula viable dará origen a una colonia y por lo tanto la siembra en placas se puede utilizar, no solo para cultivar microorganismos, sino además para contar y aislar.
En general cuando se quieren tener colonias aisladas a partir de un material determinado, es necesario diluir la muestra en tubos con suero fisiológico estéril.

Enterobacterias

Enterobacterias

a) Escherichia coli (E. coli) es quizás el organismo procarionte más estudiado por el ser humano, se trata de una bacteria que se encuentra generalmente en los intestinos animales y por ende en las aguas negras. Fue descrita por primera vez en 1885 por Theodore von Escherich, bacteriólogo alemán, quién la denominó Bacterium coli. Posteriormente la taxonomía le adjudicó el nombre de Escherichia coli, en honor a su descubridor. Ésta y otras bacterias son necesarias para el funcionamiento correcto del proceso digestivo. Además produce vitaminas B y K. Es un bacilo que reacciona negativamente a la tinción de Gram (gramnegativo), es anaeróbico facultativo, móvil por flagelos peritricos (que rodean su cuerpo), no forma esporas, es capaz de fermentar la glucosa y la lactosa y su prueba de IMVIC es ++--.
Es una bacteria utilizada frecuentemente en experimentos de genética y biotecnología molecular.



b) Salmonella enterica subgrupo enterica serotipo Typhimuriun (también llamada Salmonella typhimurium por simplificación). El nombre enterica está asociado a las estructuras intestinales.
Esta bacteria se encuentra a menudo en pollos y sus huevos y en reptiles como las tortugas, por eso no es recomendable mantener a estos animales como mascotas.
La salmonella es un bacilo gramnegativo que pertenece a la familia Enterobacteriaceae. Se ha sabido, recientemente, que la causa más común del envenenamiento de comida por especies de Salmonella es debido a la S. Typhimurium. Como su nombre sugiere, esta bacteria causa enfermedades parecidas a la fiebre tifoidea en ratones.
En humanos, S. typhimurium no causa una enfermedad tan severa como la S. typhi (otra variación de Salmonella que causa la fiebre tifoidea) y normalmente no es fatal). La enfermedad se caracteriza por causar diarreas, dolores abdominales, vómitos y náuseas, y, generalmente, dura aproximadamente siete días.
Desafortunadamente, en personas cuyo sistema inmune este comprometido, como es el caso de las personas de edad, jóvenes, o personas con el sistema inmune deprimido, la infección por la Salmonella termina siendo fatal si es que no es tratada a tiempo con antibióticos.


c) Síndrome de Proteus

El Síndrome de Proteus es una enfermedad congénita que causa un crecimiento excesivo de la piel y un desarrollo anormal de los huesos, normalmente acompañados de tumores en más de la mitad del cuerpo.
Descripción
El Síndrome de Proteus es extremadamente raro. Desde que el Dr. Michael Cohen lo identificó en 1979,[1] sólo se han confirmado poco más de 200 casos en todo el mundo. Puede que se hayan dado más, pero los que son correctamente diagnosticados suelen tener manifestaciones evidentes del síndrome, estando considerablemente desfigurados.


d) Brucella abortus

El muévedo de brucella es una bacteria gramnegativa que se encuentra en poblaciones de ganado (1). Este parásito intracelular es un patógeno llevado sangre que causa el aborto prematuro de un feto del ganado. Qué hace esta bacteria así que peligroso es que es zoonótica, significarla se puede transferir de un animal a un anfitrión humano y todavía sigue siendo (3) patógeno. En seres humanos los síntomas agudos y crónicos de esta causa de la enfermedad, pero se pueden tratar con los antibióticos. Debido a este efecto económico sobre el negocio del ganado y el potencial de la enfermedad en seres humanos, los E.E.U.U. han pasado cerca de $3.5 mil millones que intentaban vacunar las manadas de ganado en los E.E.U.U. (6). Es posible que el muévedo del B. sea separado de poblaciones salvajes de alces y el bisonte en las manadas de ganado domésticas y esta es la razón por la cual el gobierno de los E.E.U.U. continúa siendo vigilante en el seguimiento de cajas potenciales dentro de las manadas (10).

Parte 2 de Tarea #1 Caracteristicas de Enterobacterias

Características de Enterobacterias

En la definición clásica de una Enterobacteriaceae se usan siete criterios básicos, adicional a la aparición de nuevos métodos taxonómicos para incluir a ciertos géneros que no cumplen con todos los siguientes criterios, pero que forman parte de esta familia:

Son bacterias gram negativas, la mayoría bacilos, otros cocobacilos y otros pleomórficos.

No son exigentes, son de fácil cultivo.
Son oxidasa negativo (excepto Plesiomonas, que es oxidasa positivo), es decir, carecen de la enzima citocromo oxidasa.[1]

Son capaces de reducir nitrato en nitrito.

Son anaeróbicos facultativos.

Son fermentadores de carbohidratos en condiciones anaeróbicas con o sin la producción de gas

(en especial glucosa y lactosa), y oxidadores de una amplia gama de substratos en condiciones aeróbicas.[2]

Muchos géneros tienen un flagelo que sirve para desplazarse, aunque algunos géneros no son móviles.

Adicional a ello, las Enterobacteriaceae no forman esporas, algunas producen toxinas y pueden ser encapsuladas y son organismos catalasa positivos. Son quimioheterótrofos, y necesitan para su crecimiento compuestos simples de carbono y nitrógeno, generalmente sólo con D-glucosa, aunque algunas requieren aminoácidos y vitaminas. La temperatura óptima de crecimiento es de entre 22ºC y 37ºC.

Las diferencias entre los nombres de los diversos géneros provienen de criterios más precisos, como la fermentación de los diferentes azúcares, la producción o no de azufre, la presencia de enzimas metabólicas (β-galactosidasa, desaminasas, descarboxilasas), etc. Los serotipos de importancia medica y sanitaria pueden distinguirse entre sí por la presencia o ausencia de antígenos en su constitución celular, tales como en el lipopolisacárido (antígeno O), el antígeno flagelar (antígeno H) o el antígeno capsular (antígeno K).[1

Tarea #1 Caracteristicas del Paramecium

Características del paramecium


Paramecium es mucho más que un simple ciliado de agua dulce, debido a sus propiedades
particulares se ha estudiado muy a fondo, incluso en la rama de la Psicología donde se
estudian las propiedades aversivas mediante estimulación eléctrica, resultados que podrían
servir incluso para estudiar los efectos en el hombre. Se tiene evidencia de que el choque de ánodos es aversivo para la estimulación eléctrica DC en paramecium mientras que laestimulación eléctrica DC de un cátodo puede tener propiedades de atracción si la
intensidad del choque es muy baja (1).
Entonces, vale la pena conocer lo mejor posible tanto la morfología como la fisiología de
Paramecium. Como ya sabemos, las redes citoesqueleticas corticales atraviesan toda la
Célula, modelan y sostienen la forma del organismo; el enredado infraciliar (ICL) de
Paramecium desarrolla 2 tipos de organización, su patrón global es moldeado por el patrón
del cuerpo basal y sus microfilamentos en mallas muestran variabilidad (2). Los
constituyentes del ICL son codificados por familias multigenicas y producidos para
coensamblar. Los efectos del gen silencing sobre la morfogénesis de los tricocistos resultan
de cambios cualitativos en vez de cambios cuantitativos en las TMPs disponibles para el
ensamblaje.

En las estructuras celulares construidas a partir de los productos de los genes
silencing se crean fenotipos mutantes mediante la inyección de secuencias de codificación
que dañan las copias de genes endógenos (3). Como podemos ver, el genoma determina la
conformación del complejo. Los ciliados presentan dualismo nuclear; micronucleo y
macronucleo cuyo desarrollo incluye arreglos del genoma, la eliminación de una de sus
partes puede ser característico de los ciliados, por tanto, el electrocariotipo es muy útil para
estudiar genética molecular y rastrear nuevos arreglos del genoma (4) ; mientras que el gen
silencing, el microscopio electrónico y los análisis de inmunolocalizacion revelan una
participación ubicua de PtNSF en el trafico por vesículas que ocurren en Paramecium,
como buscar SNAREs , otros patrones de NSF y los mecanismos de SNAREs (5).El factor
sensitivo NSF es una ATPasa ubicua que se desarrolla en fusión de membranas
durante el trafico intracelular, actúa como chaperón en el desmontaje de (SNAREs).

La exportación de moléculas de células eucarióticas sigue una ruta de secreción del
retículo endoplásmico a la membrana plasmática (6).

En Paramecium primaurelia, la adhesión célula-célula seguida de apareamiento celular
ocurre después de la mezcla de adecuadas poblaciones hambrientas de los dos tipos
celulares discretos aptos de entrar en conjugación, la adhesión es llevada a cabo con la
ayuda de un sistema colinergético que regula las interacciones celulares (7). Gracias a
exposiciones ultrasónicas se ha podido determinar, que el máximo índice de crecimiento
celular corresponde a las frecuencias de resonancia supuestas de la vacuola. La teoría para
la oscilación de las vacuolas celulares es una guía útil prediciendo las mayores frecuencias
sónicas de eficiencia, por lo tanto, bajo regulación cuidadosa de parámetros se pueden
obtener resultados positivos en la exposición ultrasónica (8), y no únicamente resultados
negativos como se creía anteriormente.
Muchas mutaciones genéticas están involucradas en procesos biológicos de Paramecium.

Las células transformadas son capaces de expresar un fenotipo desordenado hasta la
siguiente autogamia que restaura las características mutadas. La inyección de genoma ADN
macronuclear wild-type resulta en líneas celulares transformadas del mutante d4-84 y
expresa la temprana habilidad del intercambio de tricocistos (10).

Inclusiones cristalinas del citoplasma en algunos protozoarios que parecen moverse a
través del citoplasma son muy prominentes características de modelos genéticos y de
organismos, pero la presencia de mutaciones como “sombre” sugieren que son
productos de regulación de posible significancia psicológica. Como componente
purina menos abundante en Paramecium tenemos a Xantina, que es el mayor en
“sombre” (11).


Paramecium y en general en todos los protozoarios con el cual regulan su osmolaridad
citosolica. En Paramecium el CVC consiste de una vacuola contráctil central y 5-10 brazos
radiales que se abren en abanico, por si mismo posee un mecanismo por el cual las
membranas planares del CV son reducidas. La técnica electrofisiológica ha permitido
mostrar que el incremento tubular comienza adyacente a las cintas microtubulares cuando
el CV está en fase de recorrido (20).

El rodeamiento del CV por los brazos radiales corresponde a una tensión incrementada en
la membrana del CV, se sabe de una estructura (s) citoesqueletica que se asocia a la
membrana del CV para sujetarla cuando hay extrema tensión, para protegerla de la
desintegración además de cubrir la membrana del CV cubre sus túbulos de 40 nm (21).

Pipetas

Pipeta Automatica

PRACTICA DE LABORATORIO
#3 PIPETEO




Objetivo:
El objetivo de esta práctica es controlar el movimiento de nuestras manos al poner las pipetas en ciertos meniscos también aprendimos a pipetear y a utilizar la pipeta automática.

Introducción:
A continuación se presenta lo que hicimos en la practica #3 de laboratorio que es la de pipetear la cual consiste en poner en ciertos mililitros la pipeta o puntear en el vidrio de reloj con la pipeta pasteur.

Marco Teórico:
Comenzamos por portar el equipo de bioseguridad y a tomar los reactivos necesarios para la práctica.
Después empezamos cada quien a pipetear y poner en 5ml. la primera pipeta.
Seguimos pipeteando de igual manera con las demás pipetas, primero en 5m. y después en 9 ml.
Al terminar de pipetear con las 4 pipetas seguimos con medir gotas de la pipeta pasteur y la pipeta automática, y dimos por concluir que, una gota de la pipeta automática era igual a 2 gotas de la pipeta pasteur.

Ya por dar terminada la práctica solo seguimos comparando la capacidad de ml. entre las pipetas y probeta.
Al terminar guardamos os reactivos en su lugar secamos nuestra área de trabajo nos quitamos nuestra bata y salimos del laboratorio.

Conclusión:
Nos dimos cuenta que hay que tener control total de nuestras manos ya que al temblar demasiado no es posible tener lo ml. indicados en la pipeta y claro también nos enseñamos a pipetear

Tubos de Ensayo

Matraz

Practica de Pesos y Medidas #2

PRACTICA DE LABORATORIO
PESOS Y MEDIDAS

Objetivo:
Tenemos que pesar y medir algunos reactivos de laboratorio para comparar los.
Introducción:
A continuación daremos a conocer el peso y medidas de algunos reactivos, también mediremos sustancias solventes y otro tipo de reactivos que se soliciten.
Marco Teórico:

Vaso de precipitados de 50 ml: 27.6 gr.

Vaso de precipitados de 500 ml: 117.2 gr.

Vidrio de reloj: 25 gr.

Cristalizador de 150 ml: 47.9 gr.

Pipeta de 100 ml: 98.4 gr.

Pipeta de Sali 20 cm.: 4.8 gr.

Espátula con mango de madera: 51.6 gr.

Caja de petri: 87.9 gr.

Pipeta graduada de 5v ml: 22.9 gr.

Pipeta graduada de 10ml: 22.2 gr.

Pipeta de 100 ml: 3.3 gr.

Vidrio excavado: 31.1 gr.

Tubos de ensayo: 9 gr.


PROBLEMA


31.1 gr de sal = x
52= 1000ml


X= (31.1gr. de sal) (1000ml)
52 gr.

X=598.01ml

25/598= 23.5
24 medios de cultivos

Conclusión:
Como vimos los reactivos pesan y miden diferentes.

CUESTIONARIO DE PIE DE REY

Cuestionario: 1 Segunda unidad.

1.- Es un instrumento para medir dimensiones de objetos relativamente pequeños, Se atribuye al cosmógrafo y matemático portugués que se llama:
Pie de rey

2.- En qué año se le atribuye el pie de rey al cosmógrafo y matemático portugués.
1492-1577


3.- También se ha llamado pie de rey al:
Vernier

4.- En que año se le atribuye el pie de rey al geómetra pedro Vernier.
1580-1637

5.- ¿Qué otro nombre recibe el origen del pie de rey?
Nonio

Descripción del Pie de Rey o Vernier. 121 palabras utilizaras para su descripción.

Consta de una "regla" con una escuadra en un extremo, sobre la cual se desliza otra destinada a indicar la medida en una escala. Permite apreciar longitudes de 1/10, 1/20 y 1/50 de milímetro utilizando el nonio. Mediante piezas especiales en la parte superior y en su extremo, permite medir dimensiones internas y profundidades. Posee dos escalas: la inferior milimétrica y la superior en pulgadas. Mordazas para medidas externas. Mordazas para medidas internas. Coliza para medida de profundidades. Escala con divisiones en centímetros y milímetros. Escala con divisiones en pulgadas y fracciones de pulgada. Nonio para la lectura de las fracciones de milímetros en que esté dividido. Nonio para la lectura de las fracciones de pulgada en que esté dividido. Botón de deslizamiento y freno.

pie de rey

PARTES DEL PIE DE REY

1: Mordazas para medidas externas
2: Mordazas para medidas internas
3: Coliza para medir profundidad
4: Escala con división de cm. y ml.
5: Escala con divisiones en pulgadas y fracciones
6: Nonio para la lectura de milímetros
7: Nonio para la lectura de fracción en pulgadas
8: Botón de deslizamiento freno